студент
Федеральный научный центр биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии ДВО РАН
Владивосток, Приморский край, Россия
Владивосток, Приморский край, Россия
Владивосток, Приморский край, Россия
ВАК 1.5.20 Биологические ресурсы
ВАК 4.1.1 Общее земледелие и растениеводство
ВАК 4.1.2 Селекция, семеноводство и биотехнология растений
ВАК 4.1.3 Агрохимия, агропочвоведение
ВАК 4.1.4 Садоводство, овощеводство, виноградарство и лекарственные культуры
ВАК 4.1.5 Мелиорация, водное хозяйство и агрофизика
ВАК 4.2.1 Патология животных, морфология, физиология, фармакология и токсикология
ВАК 4.2.2 Санитария, гигиена, экология, ветеринарно-санитарная экспертиза и биобезопасность
ВАК 4.2.3 Инфекционные болезни и иммунология животных
ВАК 4.2.4 Частная зоотехния, кормление, технологии приготовления кормов и производства продукции животноводства
ВАК 4.2.5 Разведение, селекция, генетика и биотехнология животных
ВАК 4.3.3 Пищевые системы
ВАК 4.3.5 Биотехнология продуктов питания и биологически активных веществ
УДК 57 Биологические науки
УДК 574/577 Общая биология
ГРНТИ 34.15 Молекулярная биология
ОКСО 06.04.01 Биология
ББК 280 Общая биология
ТБК 6412 Молекулярная биология. Общая морфология, биофизика, биохимия, физиология
Цель исследования – определение качественного и количественного состава стильбенов в молодых весенних проростках растения горца японского (Reynoutria japonica). Исследование про-водилось в Федеральном научном центре биоразнообразия наземной биоты Восточной Азии ДВО РАН (Россия). Объекты исследования – весенние проростки R. japonica, собранные весной в 2025 г. на территории дендрария Горнотаежной станции – филиала ФНЦ Биоразнообразия ДВО РАН (Приморский край, Россия). Отбор материала проводили в фазе активного роста пророст-ков, что позволяло минимизировать влияние онтогенетической неоднородности на химический состав образцов. Всего было собрано по три проростка с каждого из восьми материнских рас-тений; объединенные пробы от каждого растения рассматривались как независимые биологи-ческие повторности. В качестве основного метода исследования использовалась высокоэф-фективная жидкостная хроматография с ультрафиолетовым и масс-спектрометрическим де-тектированием (ВЭЖХ-УФ-МС/МС). Для анализа методом ВЭЖХ-УФ-МС/МС побеги R. japonica высушивали при 60 °C в течение 48 ч и измельчали на лабораторной мельнице IKA A 10 basic. Были оптимизированы условия экстракции стильбенов, включая подбор растворителя (метанол, этанол, вода), температуры (20, 40, 60 °C) и продолжительности процесса (2, 4, 6 ч). Молодые проростки характеризовались исключительно высоким содержанием стильбенов. Основными идентифицированными соединениями стали ресвератролозид, транс-полидатин и транс-ресвератрол. Наибольшая эффективность экстракции была достигнута при использовании 70 % метанола и 70 % этанола (до 78 и 86,6 мг/г сухой массы соответственно) в течении 2 ч, а оптимальными параметрами являлись температура 60 °C и время экстракции 6 ч. При опти-мальных условиях суммарное содержание стильбенов из проростков R. japonica достигало 95 мг/г сухой массы, что сопоставимо с показателями, ранее зарегистрированными для этого и других видов растений. Весенние проростки горца японского (R. japonica) являются одним из са-мых богатых известных природных источников стильбенов.
стильбены, HPLC-MS/MS, горец японский, рейнутрия, сезонные колебания
1. Desjardins S., Bailey J., Zhang B., et al. New Insights into the phylogenetic relationships of Japanese knotweed (Reynoutria Japonica) and allied taxa in subtribe Reynoutriinae (Polygonaceae) // PhytoKeys. 2023. Vol. 220. P. 83–108. DOI:https://doi.org/10.3897/phytokeys.220.96922.
2. Bailey J.P., Bímová K., Mandák B. The potential role of polyploidy and hybridisation in the further evolution of the highly invasive fallopia taxa in Europe // Ecological research. 2007. Vol. 22. P. 920–928. DOI:https://doi.org/10.1007/s11284-007-0419-3.
3. Drazan D., Smith A.G., Anderson N.O., et al. History of knotweed (Fallopia spp.) invasiveness // Weed Sci. 2021. Vol. 69. P. 617–623. DOI:https://doi.org/10.1017/wsc.2021.62.
4. Bailey J. The Japanese knotweed invasion viewed as a vast unintentional hybridisation experiment // Heredity. 2013. Vol. 110. P. 105–110. DOI:https://doi.org/10.1038/hdy.2012.98.
5. Bralley E.E., Greenspan P., Hargrove J.L., et al. Topical anti-inflammatory activity of polygonum cus-pidatum extract in the TPA model of mouse ear inflammation // J Inflamm (Lond). 2008. Vol. 5. P. 1. DOI:https://doi.org/10.1186/1476-9255-5-1.
6. Chen L.-L., Verpoorte R., Yen H.-R., et al. Effects of processing adjuvants on traditional Chinese herbs // Journal of Food and Drug Analysis. 2018. Vol. 26. P. S96–S114. DOI:https://doi.org/10.1016/j.jfda.2018.02.004.
7. Patocka J., Navratilova Z., Ovando-Martínez M. Biologically active compounds of knotweed (Rey-noutria spp.) // Mil Med Sci Lett. 2017. Vol. 86. P. 17–31. DOI:https://doi.org/10.31482/mmsl.2017.004.
8. Yuan H., Ma Q., Ye L., et al. The traditional medicine and modern medicine from natural products // Molecules. 2016. Vol. 21. P. 559. DOI:https://doi.org/10.3390/molecules21050559.
9. Suprun A.R., Kiselev K.V., Aleynova O.A., et al. Analysis of phenolic compounds of Reynoutria sa-chalinensis and Reynoutria japonica growing in the Russian Far East // Plants. 2024. Vol. 13. P. 3330. DOI:https://doi.org/10.3390/plants13233330.
10. Chen H., Tuck T., Ji X., et al. Quality assessment of Japanese knotweed (Fallopia japonica) grown on Prince Edward island as a source of resveratrol // J Agric Food Chem. 2013. Vol. 61. P. 6383–6392. DOI:https://doi.org/10.1021/jf4019239.
11. Khalil A.A.K., Akter K.-M., Kim H.-J., et al. Comparative inner morphological and chemical studies on Reynoutria species in Korea // Plants. 2020. Vol. 9. P. 222. DOI:https://doi.org/10.3390/plants9020222.
12. Beňová B., Adam M., Onderková K., et al. Analysis of selected stilbenes in Polygonum cuspidatum by HPLC coupled with CoulArray detection // J Sep Sci. 2008. Vol. 31. P. 2404–2409. DOI:https://doi.org/10.1002/jssc. 200800119.
13. Huang W.-Y., Cai Y.-Z., Xing J., et al. Comparative analysis of bioactivities of four polygonum species // Planta Medica. 2007. Vol. 74. P. 43–49. DOI:https://doi.org/10.1055/s-2007-993759.
14. Nawrot-Hadzik I., Granica S., Domaradzki K., et al. Isolation and determination of phenolic glycosides and anthraquinones from rhizomes of various Reynoutria species // Planta Med. 2018. Vol. 84. P. 1118–1126. DOI:https://doi.org/10.1055/a-0605-3857.
15. Qian G., Leung S.-Y., Lu G., et al. Optimization and validation of a chromatographic method for the simultaneous quantification of six bioactive compounds in rhizoma et radix polygoni cuspidati // Jour-nal of Pharmacy and Pharmacology. 2008. Vol. 60. P. 107–113. DOI:https://doi.org/10.1211/jpp.60.1.0014.
16. Suprun A.R., Dubrovina A.S., Aleynova O.A., et al. The bark of the spruce Picea jezoensis Is a rich source of stilbenes // Metabolites. 2021. Vol. 11. P. 714. DOI:https://doi.org/10.3390/metabo11110714.
17. Suprun A.R., Dubrovina A.S., Tyunin A.P., et al. Profile of stilbenes and other phenolics in Fanagoria White and Red Russian wines // Metabolites. 2021. Vol. 11. P. 231. DOI:https://doi.org/10.3390/metabo11040231.
18. Bancuta O.R., Chilian A., Bancuta I., et al. Thermal characterization of resveratrol // Rev. Chim. 2018. Vol. 69. P. 1346–1351. DOI:https://doi.org/10.37358/RC.18.6.6322.
19. Suprun A., Dubrovina A., Grigorchuk V., et al. Stilbene content and expression of stilbene synthase genes in Korean Pine Pinus Koraiensis Siebold & Zucc. // Forests. 2023. Vol. 14. P. 1239. DOI:https://doi.org/10.3390/f14061239.
20. Piao S., Chen L., Kang N., et al. Simultaneous determination of five characteristic stilbene glycosides in root bark of Morus Albus L. (Cortex mori) using high-performance liquid chromatography // Phyto-chem Anal. 2011. Vol. 22. P. 230–235. DOI:https://doi.org/10.1002/pca.1270.
21. Houillé B., Besseau S., Delanoue G., et al. Composition and tissue-specific distribution of stilbenoids in grape canes are affected by downy mildew pressure in the vineyard // J Agric Food Chem. 2015. Vol. 63. P. 8472–8477. DOI:https://doi.org/10.1021/acs.jafc.5b02997.
22. Vastano B.C., Chen Y., Zhu N., et al. Isolation and identification of stilbenes in two varieties of polyg-onum cuspidatum // J. Agric. Food Chem. 2000. Vol. 48. P. 253–256. DOI:https://doi.org/10.1021/jf9909196.
23. Pogačnik L., Bergant T., Skrt M., et al. In vitro comparison of the bioactivities of Japanese and Bohe-mian knotweed ethanol extracts // Foods. 2020. Vol. 9. P. 544. DOI:https://doi.org/10.3390/foods9050544.
24. Valletta A., Iozia L.M., Leonelli F. Impact of environmental factors on stilbene biosynthesis // Plants (Basel). 2021. Vol. 10. P. 90. DOI:https://doi.org/10.3390/plants10010090.
